植物中DNA甲基化的动态和功能

张慧明1，2*，兰兆波1，2和朱建康1，2，3*

摘要|DNA甲基化是一种保守的表观遗传修饰，对基因调控和基因组稳定性具有重要意义。DNA甲基化的异常模式可导致植物发育异常。特定的DNA甲基化状态是通过从头甲基化、甲基化的维持和主动去甲基化的动态调节的结果，其由不同调节途径靶向的各种酶催化。在这篇综述中，我们讨论了植物中的DNA甲基化，包括甲基化和去甲基化酶和调节因子，以及通过所谓的Methylstat机制协调甲基化和去甲基化活性;DNA甲基化在调节转座子沉默、基因表达和染色体相互作用中的作用;DNA甲基化在植物发育中的作用以及DNA甲基化参与植物对生物和非生物胁迫条件的反应。

  胞嘧啶5’位的DNA甲基化有助于核基因表达的表观遗传调控和基因组稳定性1，2。表观遗传变化，包括DNA甲基化、组蛋白修饰和组蛋白变异以及一些非编码RNA（ncRNA）变化，影响染色质结构，进而影响遗传信息的可及性。因此，DNA甲基化对于许多生物过程是重要的，并且DNA甲基化的破坏可导致植物和哺乳动物的发育异常，例如番茄果实成熟失败和小鼠胚胎死亡1，3，4。

  DNA甲基化在植物和哺乳动物中是保守的，基因组DNA甲基化的精确模式对发育至关重要。在植物和哺乳动物中，DNA甲基化是由保守的DNA甲基转移酶催化的，使用S-腺苷-L-甲硫氨酸作为甲基供体，而活性DNA去甲基化涉及碱基切除修复途径5–9。RNA指导的DNA甲基化途径对于植物中的从头甲基化至关重要，但在哺乳动物中不太重要10，11。 与通过5-甲基胞嘧啶（5-mC）的氧化和/或脱氨基作用启动活性DNA去甲基化的哺乳动物相反，植物利用5-mC DNA糖基化酶直接切除5-mC碱基5，6，8。

  在这篇综述中，我们讨论了植物中DNA甲基化调控和功能的最新发现和当前的理解。在模式植物拟南芥（Arabidopsis thaliana）中，特定DNA甲基化模式产生的潜在机制得到了最好的理解，其中DNA甲基化和去甲基化机制和调节因子的组分中的突变通常不是致命的。然而，在具有更复杂基因组的植物中，DNA甲基化似乎对发育和环境胁迫反应更为重要。最近的发现揭示了植物DNA甲基化的重要调控机制，如ncRNA对从头DNA甲基化的初始触发，新的蛋白质复合物IDM（增加的DNA甲基化）对活性DNA去甲基化的靶向，以及甲基化传感遗传元件对DNA甲基化和去甲基化的平衡。我们还讨论了DNA甲基化动力学在调节转座子沉默、基因表达、染色体相互作用、植物发育、植物对生物和非生物环境刺激的反应以及果实成熟、根结瘤和其他发育过程中的重要作用。

  DNA甲基化动力学

  特定的DNA甲基化状态反映了建立、维持和活性去除活动的动态调节的结果。这些活性由各种酶催化，这些酶通过不同的途径靶向特定的基因组区域。植物DNA甲基化发生在所有胞嘧啶序列中：CG，CHG和CHH（H代表A，T或C）12，13。在拟南芥中，全基因组DNA甲基化的特征是异染色质中的高度甲基化，其富含转座元件（转座子）和其他重复DNA序列12，14。散在的转座子相关的DNA甲基化也存在于常染色质染色体臂中12。

  通过RNA指导的DNA甲基化途径建立DNA甲基化。

  在植物中，从头DNA甲基化是通过RNA指导的DNA甲基化（RdDM）途径介导的，该途径涉及小干扰RNA（siRNA）和支架RNA以及一系列蛋白质（图1).根据目前对拟南芥中经典RdDM的理解7，11，15，16，24-核苷酸siRNA的产生是通过RNA聚合酶IV（pol IV）的转录启动的，随后是RNA依赖性RNA聚合酶2（RDRP2；也称为Rdr2的）依赖于转录物的复制以产生双链RNA（dsRNA）并通过Dicer样蛋白3（Dcl3）依赖地将dsRNA切割成siRNA。siRNA被装载到Argonaute（AGO）蛋白（主要是AGO4和AGO6）上，并与互补的支架RNA配对，支架RNA是由Pol V产生的新生转录物。AGO4与DNA甲基转移酶结构域重排甲基化酶2（DRM2）17相互作用，后者以不依赖于序列的方式催化从头DNA甲基化。该反应可由RNA指导的DNA甲基化1（RDM1）辅助，其与AGO4和DRM2结合并可结合单链甲基化DNA18（图1).

  除了siRNA和支架RNA之间的序列特异性配对之外，AGO4和含有AGO的蛋白DNA指导的pol V亚基1（也称为NRPE1）和RDM3之间的蛋白相互作用对于RdDM也是重要的。NRPE1是Pol V的最大亚基，RDM3是Pol V相关的推定转录延伸因子19，20。pol V转录的ncRNA必须保留在染色质上才能发挥支架RNA的功能；RRP6样蛋白1（RRP6L1）是酵母和哺乳动物核糖体RNA加工蛋白6（RRP6）的同源物，可在RNA滞留中发挥作用21。此外，siRNA–支架RNA配对可能通过参与从头2（IDN2）–IDN2旁系同源物（IDP）复合物稳定，该复合物结合RNA并与SWI/SNF染色质重塑复合物相互作用，该复合物含有SWI/SNF复合物亚基SWI3b，并通过改变核小体定位参与pol V介导的转录沉默22–28。

  Pol IV和Pol V向RdDM靶位点的募集可以通过预先存在的染色质修饰来促进。Pol IV由Sawadee同源域同源物1（SHH1）募集，其通过其Tudor结构域29，30结合二甲基化组蛋白H3赖氨酸9（H3K9me2）。SHH1还与含有SNF2结构域的蛋白Classy1（CLSY1）相互作用，后者是一种与Pol IV相关的染色质重塑蛋白，并且是Pol IV依赖性siRNA产生所必需的30，31（图1).Pol V与染色质的结合用于支架-RNA生产需要染色质重塑DDR，其包括RNA指导的DNA甲基化缺陷的染色质重塑蛋白1（DRD1），分生组织沉默中染色体蛋白缺陷的推定结构维持3和RDM1（REFS18，32–35）（图1).DDR复合物与杂色抑制因子3-9同系物蛋白2（SUVH2）和SUVH9发生物理相互作用，它们是杂色抑制因子（SU（变种））3-9组蛋白甲基转移酶家族蛋白，但缺乏组蛋白甲基转移酶活性36，37 UNK7FIg。 1).SUVH2和SUVH9通过它们的SET和环指相关（SRA）结构域识别甲基化胞嘧啶，并且是Pol V的适当全基因组染色质占据所必需的，因此被提议通过预先存在的DNA甲基化来募集Pol V 37。然而，通过锌指将SUVH9连接到未甲基化的DNA上足以募集pol V并建立DNA甲基化和基因沉默37。

  考虑到Pol V可以从同一基因座产生具有不同5′端的ncRNA，它似乎独立于启动子38启动转录。全基因组Pol V或Pol IV染色质占位图谱未显示共有启动子基序29，39。一些pol V转录的ncRNA在5端38具有7-甲基鸟苷帽，这表明pol V产生的转录物可以进行某些RNA加工活动，已知这些活动可以修饰pol II转录的mRNA。然而，pol V产生的转录物在其3端缺乏多聚腺苷酸化，因此与mRNAs38不同。 与pol V转录物不同，pol V转录物的长度足以通过常规PCR38检测，而pol IV转录的ncRNA（P4 RNA）的长度大多为26–50个核苷酸，因此最近才通过小RNA深度测序在具有突变体DCL2、DCL3和DCL4的拟南芥（DCL三突变体）和具有突变体DCL1、DCL2、DCl3和DCL4的拟南芥（DCL四突变体）中鉴定到40–44。其中Pol IV-依赖性和Rdr2-依赖性dsRNAs切割成24-核苷酸siRNAs可能被阻断。P4 RNA在DCL三重突变体中积累，并且可以被外源DCL3加工成24个核苷酸的siRNA。因为P4 RNA很小，每个24个核苷酸的siRNA可以从前体P4 RNA的一个切片中产生42。

  除了产生24个核苷酸siRNA的经典Pol IV–RDR2–DCL3途径外，这些蛋白质的同源物也可以产生触发非经典RdDM的siRNA（图1）。Pol II介导的转录不仅可以产生24个核苷酸的siRNA和支架RNA，而且可以募集Pol IV和Pol V以促进某些RdDM靶位点的siRNA产生45。 与Pol V46相比，Pol II还与不同的AGO蛋白具有空间上不同的关联。在反式作用siRNA基因和转录活性转座子的某些区域，RdDM依赖于Pol II和RDR6，而不是Pol IV和RDR2（参考文献47-49）。RDR6-依赖性RdDM可通过由DCL2和DCL4产生的21-核苷酸或22-核苷酸siRNA或通过由DCL3产生的24-核苷酸siRNA介导（参考文献49，50）。

  在基因组范围内，拟南芥中的大多数siRNA是24个核苷酸的siRNA，其在DCL四重突变体中几乎完全消失；然而，大约三分之二的RdDM靶区的DNA甲基化仍然存在43，44，表明存在DCL-非依赖性RdDM，其可能由一些DCL-非依赖性siRNA介导或直接由P4 RNA介导（图1）。除DCL蛋白以外的RNase III酶可以切割dsRNAs 51，并且在野生型植物中，它们可以与DCL一起将pol II、pol IV或pol V转录物加工成siRNA。

  基因筛选已经确定了一些pre-mRNA剪接因子，其突变在不同程度上降低了Pol IV依赖性siRNA的水平52–55，尽管这些剪接因子如何影响siRNA水平在很大程度上仍不清楚。类似地，两个剪接因子Stabilized 1和RDM16中的突变减少了pol V依赖性支架RNAs的积累53，54。据推测，一些正常结合pre-mRNA的剪接因子可能与pol IV和pol V产生的非编码转录物相互作用，并影响它们的加工或稳定性，从而影响siRNA或支架RNA的丰度。

  DNA甲基化的维持

  植物DNA甲基化的维持依赖于胞嘧啶序列背景，并由不同机制调节的DNA甲基转移酶催化（图2）。CG胞嘧啶甲基化由甲基转移酶1（Met1）（维持。）。Met1是哺乳动物DNA（胞嘧啶-5）-甲基转移酶1（DNMT1）的直系同源物，其在DNA复制后识别半甲基化的CG二核苷酸，并甲基化子链9，56中未修饰的胞嘧啶。 与小鼠和人DNMT1相比，拟南芥MET1缺少富含半胱氨酸的CXXC结构域，该结构域被认为有助于DNMT1区分半甲基化CG和非甲基化CG57，58。与DNMT1被E3泛素-蛋白连接酶UHRF1（参考文献59，60）募集的模型相似，Met1被提议通过甲基化蛋白的变体募集到DNA中，这些变体是维持CG甲基化所需的UHRF1直向同源物61，62。

  拟南芥中CHG甲基化的维持由DNA甲基转移酶色甲基酶3（CMT3）催化，并且在更小的程度上由CMT2（REFS63，64）（图）。玉米CMT3同源物Chromomethylase 1（Met2A）的蛋白质结构表明，其溴邻位同源（BAH）和Chromo结构域与H3K9me2（REF结合。65).阻止CMT3–H3K9me2相互作用不仅破坏了CMT3与核小体的结合，而且导致CMT3活性的完全丧失65。拟南芥H3K9特异性甲基转移酶SUVH4及其同源物SUVH5和SUVH6的突变消除了H3K9me2，并显著降低了CHG甲基化66–71。甲基化的CHG与SUVH4的SRA结构域结合，并募集其进行H3K9甲基化72。因此，甲基化的CHG和H3K9me2修饰通过调节反馈环相互加强（图2A）。

  根据基因组区域，CHH甲基化由DRM2或CMT2维持。通过RdDM，DRM2维持RdDM靶区的CHH甲基化，这些靶区优先位于进化上年轻的转座子和短转座子以及常染色质染色体臂中的其他重复序列，以及位于长转座子的边缘，这些长转座子通常位于异染色质36、73、74。相反，CMT2在含有组蛋白H1的异染色质上催化CHH甲基化，其中RdDM被抑制。降低的DNA甲基化1（DDM1）中的突变损害了CMT2的甲基化，DDM1是一种染色质重塑蛋白，也是在对称的胞嘧啶序列背景下维持DNA甲基化所必需的74，75。不对称甲基化的维持也可能受到Met1和CMT3的影响，因为Met1依赖的甲基化可以被SUVH2和SUVH9识别，用于在一些RdDM位点37募集Pol V，并且因为CMT3依赖的CHG甲基化增加了H3K9me2水平，这促进了CMT2催化的非CG甲基化64。虽然CHH胞嘧啶只能被DRM2和CMT2甲基化，但这两种酶在其他情况下也可以甲基化胞嘧啶。

  Active DNA去甲基化

  DNA甲基转移酶活性的缺乏或DNA复制后甲基供体的缺乏导致无法维持甲基化，这被称为被动DNA去甲基化76-79。DNA甲基化也可以通过酶的作用被消除，这被称为活性DNA去甲基化。与由单一DNA甲基转移酶催化的DNA甲基化反应相反，活性DNA去甲基化需要一组酶，启动该过程的酶被称为DNA去甲基化酶。在植物中，双功能5-mC DNA糖基化酶-脱嘌呤/脱嘧啶裂合酶家族通过碱基切除修复途径80-82启动活性DNA去甲基化（图3A）。哺乳动物中的活性DNA去甲基化也涉及DNA糖基化酶，因此涉及碱基切除修复。然而，植物DNA糖基化酶可以识别并直接去除5-mC碱基，而在哺乳动物中，5-mC必须在DNA糖基化酶催化碱基去除之前被氧化8，83。

  拟南芥具有四个双功能5-mC DNA糖基化酶家族，包括沉默阻遏物1（ROS1）、转录激活因子Demeter（DME）、Demeter样蛋白2（DML2）和DML3（REFS80，82），它们可以从所有胞嘧啶序列中切除5-mC 81，84–87。ROS1、DML2和DML3在所有营养组织中表达，而DME优先在雌雄配子的伴胞中表达，即在雌配子体的中央细胞和雄配子体的营养细胞中表达86，88。

  在DNA去甲基化过程中，这些双功能酶首先作为DNA糖基化酶水解碱基和脱氧核糖之间的糖基键，然后作为脱嘌呤或脱嘧啶裂合酶切割DNA骨架并产生脱碱基位点（图3A）。切除5-mC碱基后发生β-消除或β，δ-消除反应，分别产生以3-磷酸-α，β-不饱和醛或3-磷酸终止的缺口。 随后，脱嘌呤/脱嘧啶核酸内切酶DNA-（脱嘌呤或脱嘧啶位点）裂合酶（APE1L）和DNA磷酸酶多核苷酸3′-磷酸酶ZDP分别在β-消除和β，δ-消除反应的下游发挥作用，以产生3 OH基团，因此可以通过DNA聚合酶和连接酶89–91（填补缺口。3A）。A.拟南芥DNA连接酶1（Lig1）可能是活性DNA去甲基化途径中的连接酶，如其与ROS1、ZDP和APE1L的亚细胞共定位，以及观察到Lig1对于胚乳中开花的母系印记基因Wageningen和MEA（Medea）的去甲基化和激活是必需的92，93。

  ROS1在体外显示在特定靶位点94随机滑动，但在全球范围内的细胞中，DNA去甲基化酶表现出靶特异性，这取决于不同的染色质特征和募集蛋白。DME的去甲基化有利于常染色质区域中小的、富含AT的转座子，导致附近基因88，95–97的表达改变。 ROS1也靶向转座子，转座子往往在基因98附近。这表明ROS1介导的去甲基化有助于建立转座子和基因之间的边界，并防止DNA甲基化的扩散和转座子的转录沉默98。ROS1对于抵消由RdDM途径建立的DNA甲基化特别重要，尽管它也使RdDM非依赖性区域18，19，80，98去甲基化（图3B）。尽管RNA结合蛋白ROS3对于几个ROS1依赖性基因组区域的去甲基化很重要99，但仍不清楚决定RdDM中靶特异性的小RNA是否也介导ROS1靶向某些基因座。ROS1靶向转座子和其它基因组区域的特征在于乙酰化的H3K18和H3K27me3的富集以及H3K27me和H3K 9me2的缺失（参考文献98）。在ROS1靶基因座的亚组中，通过增加的DNA甲基化1（IDM1）建立了允许主动去甲基化的染色质环境，IDM1是一种组蛋白乙酰转移酶，其结合甲基化DNA并在缺乏H3K4me2和H3K4me3（REF的染色质位点乙酰化组蛋白H3。 100个），即尚未与活性转录相关的位点。

  将ROS1靶向某些基因组区域是由抗沉默蛋白复合物IDM介导的，该复合物由IDM1、IDM2、IDM3、含有甲基-CpG结合结构域的蛋白7（MBD7）、Harbinger转座子衍生蛋白1（HDP1）和HDP2（REFS100–103UNK6 UNK7Fig组成。）。IDM2是一种含有α-晶体蛋白结构域的蛋白，与IDM1相互作用，是植物101中IDM1依赖性H3K18乙酰化所必需的。MBD7优先结合高度甲基化的CG密集区域，并与IDM2以及IDM2同源物IDM3发生物理相互作用，IDM3也与IDM1相互作用，是防止基因阻遏和DNA高甲基化所必需的102，104。尽管IDM复合物被提议确保IDM1靶向甲基化DNA基因座，但IDM1催化的组蛋白乙酰化如何帮助募集ROS1用于活性DNA去甲基化仍未确定。

  DNA甲基化和去甲基化之间的协调。ROS1拮抗RdDM以防止特定基因座的DNA超甲基化，并且在所有已知的RdDM突变体17，72，105–107中ROS1基因表达降低。 这些观察揭示了DNA甲基化和主动去甲基化活性是协调的。最近对拟南芥DNA甲基化组的研究表明，ROS1活性在超过2，000个基因组区域抵消RdDM。这些区域在ROS1-4突变体植物中是高度甲基化的，但在双突变体ROS1-4和NRPD1-3植物中不是，它们具有ROS1和Pol IV的最大亚基，DNA指导的Pol IV亚基1（NRPD1）98的缺陷功能。NRPD1-3突变体在许多基因组区域表现出相当低水平的ROS1基因表达和DNA超甲基化。甲基组分析表明，NRPD1-3突变体中的基因组超甲基化至少部分是由于ROS1表达受到抑制。除RdDM突变体外，Met1突变体也表现出抑制ROS1基因表达108。ROS1基因启动子含有39bp的序列，其中甲基化在met1和RdDM突变体中降低。因为该特定序列中的低甲基化伴随着ROS1基因的抑制，似乎该序列（称为DNA甲基化监测序列（MEMS）106）可以作为RdDM和Met1活性的一般指标，因此可以通过ROS1（的转录调节来协调DNA甲基化和活性DNA去甲基化。 2b）。与该模型一致，MEMS的DNA超甲基化发生在功能缺失的ROS1突变体中，表明MEMS也被ROS1靶向（参考文献106）。ROS1突变体中MEMS的超甲基化伴随着ROS1表达的增加106。在MEMS的上游，ROS1基因启动子含有一个Helitron转座子，该转座子可能有助于吸引DNA甲基化因子，并使启动子响应DNA甲基化。通过DNA甲基化促进ROS1转录的特异性转录因子尚未被鉴定。就像感应并维持稳定温度的恒温器一样，MEMS可以被认为是维持植物细胞106、107中ROS1依赖性DNA甲基化水平稳态的“ Methylstat ”序列。例如，在ROS1表达显著降低的Met1-3植物中，由于累积的RdDM，5 S核糖体DNA序列的CG低甲基化被连续世代中CHH甲基化水平的逐渐增加所补偿，最终导致转录沉默的重建108。 相反，将ROS1表达从RdDM的调节中分离出来会导致广泛的甲基化缺失和异常表型，这些异常表型在几代人中逐渐恶化109。在水稻、玉米和A.lyrata107，110，111中也观察到去甲基化酶基因表达的甲基化敏感性调节。因此，这种甲基化状态可能是调节植物DNA甲基化动力学的一种保守机制。Methylstat机制也可能存在于具有DNA甲基化的非植物生物体中，包括哺乳动物细胞中，它可以帮助解释癌细胞和衰老人体中与基因座特异性超甲基化同时发生的全基因组低甲基化112，113。

  DNA甲基化的分子功能

  DNA甲基化与组蛋白修饰和非组蛋白结合，定义了染色质结构和可及性。因此，DNA甲基化有助于调节基因表达、转座子沉默、染色体相互作用（图4）和性状遗传（补充框1）。

  基因调控

  植物中与基因相关的DNA甲基化可以发生在启动子或转录的基因体内。启动子DNA甲基化通常抑制基因转录，尽管在某些情况下它促进基因转录，例如在拟南芥中的ROS1基因和在番茄3，8，12，106，107中抑制果实成熟的数百个基因中。启动子DNA甲基化通过抑制转录激活因子的结合或促进转录抑制因子的结合直接抑制转录，或通过促进抑制性组蛋白修饰如H3K9me2和抑制允许性组蛋白修饰如组蛋白乙酰化114、115间接抑制转录（图4A）。启动子甲基化如何激活基因转录尚不清楚。据推测，DNA甲基化可能增强某些转录激活因子的结合，或者可能抑制某些转录抑制因子的结合。启动子处的DNA甲基化通常是来自附近转座子和其他重复序列的甲基化机制扩散的结果。 与基因相邻的转座子和重复序列也被活性DNA去甲基化机制靶向，以保护基因免于转录沉默98。在基因被启动子DNA甲基化激活的情况下，主动去甲基化导致基因的转录沉默3，106。

  在拟南芥中，只有大约5%的基因在启动子区被甲基化。因此，DNA甲基化不调节许多基因的转录，并且大多数DNA甲基化减少或增加的突变体不会严重损害生长或发育11。相反，具有较大基因组的作物可以具有较高的转座子含量和更多接近基因的转座子；因此，与拟南芥相比，DNA甲基化在几种作物的基因调控中具有更重要的作用，并且这些作物中的DNA甲基化突变体通常要么是致命的，要么具有严重的生长和发育缺陷3，116–119。

  1/3以上个体的基因体。 拟南芥基因是甲基化的12。与转座子和重复序列相反，转座子和重复序列通常在所有三种胞嘧啶环境中高度甲基化，基因体中的DNA甲基化具有非常少的非CG甲基化12，13，120，121（图4B）。基因体甲基化（GBM）优先发生在外显子上，而在转录起始和终止位点121上不存在。作为大多数被子植物的保守特征，具有GBM的基因往往比未甲基化的基因更长，并且通常组成型表达12，121，122。在两种被子植物（Eutrema salsugineum和Conringia planisiliqua）中，GBM的全基因组缺失归因于CMT3的缺失（参考文献123，124）。随着组蛋白H3.3水平的降低，拟南芥中的GBM水平降低，这与连接组蛋白H1的密度增加相关，表明GBM受到组蛋白H3.3的促进，其抑制组蛋白H1依赖性染色质折叠，从而增加染色质对DNA甲基化酶的可及性125。

  基因体CG甲基化在A中几乎完全不存在。 拟南芥Met1-3突变体，其中GBM基因的稳态mRNA水平相对于未甲基化基因似乎没有全面增加12。此外，GBM的自然变异与拟南芥种群的整体基因表达水平不相关126。另一方面，对二穗短柄草（Brachypodium distachyon）和水稻（Oryza sativa japonica group）的比较表明，GBM在这两个物种的直系同源物中高度保守，并影响长的、缓慢进化的基因121的偏向子集。因此，GBM在被子植物中的生物学重要性似乎是物种依赖性的。考虑到组蛋白变体H2A.Z在基因体中的富集与基因对环境和发育刺激的反应相关，并且H2A.Z和DNA甲基化在拟南芥中的基因组分布是反相关的，GBM被提议通过从核小体中排除H2A.Z127来降低基因表达变异性。此外，植物中的GBM可以阻止来自内部隐蔽启动子的异常转录128。 事实上，在小鼠细胞中，基因内DNA甲基化保护基因体免于虚假的pol II进入和隐蔽的转录起始129。研究还表明，GBM增加了植物127中的前mRNA剪接效率，这与观察到的一小部分选择性外显子-内含子连接受到栽培稻Met1-2突变体中CG甲基化整体缺失的影响是一致的130。

  一些基因内含子含有转座子或其他重复序列，它们在所有胞嘧啶序列中高度甲基化并调节mRNA加工，例如选择性多聚腺苷酸化。同源异型基因缺陷的内含子中的长散在核元件反转录转座子中的DNA甲基化缺失导致选择性剪接和提前终止，并因此产生油棕榈131的非生产性体细胞无性系变体。拟南芥的一个内含子增加了盆景甲基化1（IBM1；也称为JMJ25）基因，其编码组蛋白H3K9去甲基化酶，含有一个异染色质重复元件，该元件被一种新发现的蛋白质复合物识别，该蛋白质复合物促进IBM1转录的远端多聚腺苷酸化132–136（图 4C）。该蛋白复合物由抗沉默蛋白1（ASI1）、增强的霜霉病蛋白2（EDM2）和ASI1-免疫沉淀蛋白1（AIPP1）组成。ASI1是一种含有BAH结构域的RNA结合蛋白，该结构域可介导其染色质与IBM1内含子132，133内的异染色质区域的结合。EDM2含有复合植物同源结构域（PhD），其识别转录抑制H3K9me2和转录激活H3K4me3修饰，它们共同表征含有异染色质重复134的内含子。AIPP1与ASI1和EDM2相互作用，从而促进复合物的形成，这也促进许多其他基因的远端多聚腺苷酸化，这些基因同样含有内含子异染色质135，尽管复合物促进选择性多聚腺苷酸化的机制尚不清楚。ASI1、EDM2或AIPP1的突变由于IBM1的全长功能性转录物的缺失而间接导致基因沉默。ASI1还与具有PhD结构域的AIPP2、具有BAH结构域的AIPP3和Pol II羧基末端结构域磷酸酶羧基末端磷酸酶样2（REF结合。 135).有趣的是，与ASI1–AIPP1–EDM2复合体中的突变相比，这三种蛋白质中的突变对基因调控具有相反的影响135。

  转座子沉默

  转座子可以通过DNA转座子的重新定位或反转录转座子新拷贝的插入来威胁基因组的稳定性。在拟南芥中，着丝粒周围的异染色质和一些含有转座子或含有重复序列的常染色质区域在所有胞嘧啶环境中都高度甲基化12，120（图4D）。RdDM在短转座子中和沿着长转座子的边缘维持不对称（CHH）甲基化；异染色质长转座子内部区域的不对称甲基化依赖于DDM1，并由CMT2催化（参考文献64，74）。在玉米基因组中，活性基因和非活性转座子散布在一起，通常被RdDM依赖的CHH甲基化岛分隔开，这些岛是CHH甲基化升高的短区域。CHH甲基化岛的丢失经常导致转录激活，伴随着附近转座子中CG和CHG的低甲基化，这表明玉米中的RdDM需要防止沉默的转座子被附近活性基因137的常染色质激活。 在甜菜中，不对称甲基化似乎优先参与DNA转座子的沉默，转座子显示出比反转录转座子和基因138更高的CHH甲基化水平。有趣的是，在拟南芥和番茄中，着丝粒周围区域显示出偏向性的CHH甲基化，低水平的甲基化CCG和高水平的甲基化CAA、CTA或CAT。相反，常染色质区域的不对称甲基化在两个Dicots139中是独立于环境的。在单子叶植物玉米和水稻中，CHH甲基化的环境依赖性偏倚分散在整个染色体139中。转座子去阻遏在DNA甲基化缺陷的拟南芥突变体中普遍存在；然而，仅在少数转座子中观察到转座，这可能是由于转录后机制的抑制。Met1或CMT3的功能障碍很少引起转座子动员，而这两种DNA甲基化酶的双重突变或DDM1的功能障碍导致CG和CHG环境中强烈的DNA低甲基化，并伴随转座140–142水平的升高。 与野生型植物相比，nrpd1突变体在响应热胁迫时表现出更频繁的反转录转座子onsen转座143；然而，在非胁迫条件下，在CMT2或RdDM因子缺陷的突变体中没有转座的报道，这表明CHH甲基化在抑制拟南芥中的转座子动员中并不单独起作用。在水稻中，ROS1同源物DNA糖基化酶/裂解酶701影响反转录转座子Tos17的转座，表明通过主动去甲基化的DNA低甲基化也可以促进转座子动员144。染色体相互作用。DNA甲基化影响染色质的表观遗传状态，因此可以参与染色体相互作用。在拟南芥细胞核中，所有五条染色体在称为Knot145的结构中相互作用。形成结结构的染色体区域包括相互作用的异染色质岛（IHIs），其是位于常染色质染色体臂中的抑制性染色质区域，并且以丰富的转座子和小RNAs 145，146的大量富集为特征。 IHI相互作用在Met1和DDM1突变体中不受影响，这两种突变体在所有胞嘧啶环境中都表现出广泛的DNA低甲基化，在SUVH4–SUVH5–SUVH6三重突变体中也是如此，该突变体在H3K9甲基化方面有缺陷146。因此，DNA甲基化和H3K9me2对于IHIS的染色体相互作用可能是可有可无的。此外，在Met1和DDM1突变146中观察到异位IHI基因座。因此，DNA甲基化似乎抑制了潜在的染色体相互作用，尽管新IHIS出现的潜在机制尚不清楚。类似地，在RdDM缺陷的突变体中，某些RdDM区域的染色体相互作用的频率增加，表明RdDM阻止了某些基因组区域在野生型植物中形成染色体相互作用147。此外，在Pol V依赖性DNA甲基化位点和被RdDM抑制的远端基因之间观察到增强的染色体相互作用，表明染色体相互作用可能在基因表达中具有调节功能147。 除了结之外，在着丝粒周围区域之间发生强烈的染色体相互作用，包括4号染色体短臂上的异染色质顶球（REFS145，146）（图4E）。与IHIS不同的是，Met1和DDM1中DNA甲基化的缺失损害了着丝粒周区的染色体相互作用，如着丝粒周区之间的相互作用减少，着丝粒周和常染色质染色体臂之间的相互作用增加，以及与野生型Nuclei146相比，突变体中着丝粒周区内相互作用部分的位置发生了明显变化。在suvh4–suvh5–suvh6三重突变体和met1或ddm1突变体中，着丝粒周围相互作用模式相似，只是在前者中没有观察到着丝粒周围相互作用区域的变化。染色体相互作用模式不会因CMT3的功能障碍而改变（参考文献146），这表明SUVH4–SUVH5–SUVH6突变体中染色体相互作用模式的改变是由于H3K9me2的缺失而不是CHG甲基化的缺失，尽管DNA甲基化是植物染色体在着丝粒周围区域相互作用的主要表观遗传决定因素。 植物发育中的DNA甲基化不同组织或细胞类型中的DNA甲基化水平在生长和发育过程中以及在植物的整个生命周期中受到严格控制，反映了DNA甲基化在植物生理学中的重要作用（盒1；图5).印记和种子发育。A.拟南芥植物使用双受精策略，该策略依赖于雄性和雌性配子体的多细胞性质。花粉中的两个精细胞分别与雌配子体中的卵细胞和中央细胞受精，从而分别产生胚和胚乳。与胚胎95–97，148相比，水稻和拟南芥胚乳显示整体DNA低甲基化。在拟南芥中，这部分归因于受精前中央细胞（雌性配子）的伴胞中DME依赖性的主动去甲基化95，97，149（图）。Met1的转录抑制也发生在雌性配子发生过程中，但似乎对广泛的去甲基化没有贡献，因为在野生型胚乳中没有观察到全基因组的CG低甲基化，这与预期的较低的Met1活性是一致的，并且在DME突变体胚乳M97，149中DNA甲基化几乎完全恢复。 DME介导的DNA去甲基化也发生在雄性配子伴胞（营养细胞）中，并且与DDM1（的显著下调同时发生，参见97，150）（图）。因此，siRNA由去甲基化和去沉默的转座子产生，并从营养细胞移动到精细胞，在那里它们增强RdDM97，150，151。在卵细胞中还检测到A.拟南芥Pol V和DRM2，而不是在经典RdDM途径中产生siRNA所必需的Pol IV。因此，在精细胞中积累的转座子siRNA也可以在卵细胞受精后加强转座子沉默。随后，在种子发育过程中，CHH甲基化的整体水平增加；随后，在萌发过程中，由于被动去甲基化，它们减少，表明DNA甲基化在种子休眠153–156中的潜在作用。尽管CHH甲基化水平在雄性性系中通常低于体细胞，但已鉴定出数百个RdDM依赖性的超甲基化基因座；这种性别谱系特异性甲基化对减数分裂157很重要。 胚乳中的母本基因组比父本基因组甲基化程度低，特别是在CG环境中95，96，148，158，159。在胚乳158-161的许多基因座上，这种亲本特异性甲基化与相应的亲本特异性基因表达（基因印记）密切相关。母系表达的基因（MEGs）的一个共同特征是母系等位基因是低甲基化的，而父系等位基因是甲基化的和抑制的（图）。在某些MEGs中，如拟南芥中的Medea，父系等位基因被抑制性组蛋白修饰H3K27me3而不是DNA甲基化81，162沉默。母亲DME或父亲Met1的功能障碍破坏了MEGs的印迹，表明一些MEGs可归因于DNA甲基化的等位基因特异性抑制163–166。父系表达的基因（PEGs）的母系等位基因通常由H3K27me3（标记。）。这种组蛋白修饰被认为是表现出DNA低甲基化158，163，167的母体等位基因沉默的基础。 正如最近在玉米胚乳中所显示的，PEGs在沉默的、DNA低甲基化的母本等位基因上由H3K27me3标记，在表达的、DNA高甲基化的父本等位基因上由活性修饰H3K36me3标记。相反，通过父本等位基因中的DNA甲基化和母本等位基因168中的活性修饰H3K4me3，胚乳特异性Meg在转录起始位点附近被标记。营养生长和模式形成。植物分生组织中的干细胞是所有组织和器官的来源。在拟南芥中，RdDM因子的转录水平在分生组织中比在主要通过细胞扩展生长的组织中更高，例如在下胚轴或分化的叶子中169。对根分生组织中各种细胞类型的比较显示，中柱细胞中的DNA甲基化水平最高，这可能是因为这些细胞具有较少浓缩的着丝粒周围染色质，这使得RdDM因子170具有更大的可及性。虽然没有明显的分生组织缺陷的报道。 拟南芥RdDM突变体、水稻和玉米RdDM突变体表现出强烈的发育异常116–118，171，这可能反映了这些因子在分生组织功能中的关键作用。水稻中的许多发育基因在叶片从茎尖分生组织发育后受到依赖于SET结构域蛋白711（SDG711）的H3K27me3沉积的抑制172。与胚乳H3K27me3不同，依赖于SDG711的H3K27me3与水稻DRM2催化的非CG DNA甲基化在基因体中共存。SDG711与DRM2发生物理相互作用，其突变减少了SDG711与染色质的结合和H3K27me3在被抑制基因172上的沉积。在玉米中，维持DNA甲基转移酶在叶片生长过程中受到不同的调节，导致在分裂区、过渡区、伸长区和成熟区之间形成不同的CG和CHG甲基化模式，它们共同代表了叶片中细胞的空间梯度173。玉米叶片中的差异甲基化主要发生在基因体及其附近，包括一些参与染色质重塑、细胞周期进程和生长调控的基因。 尽管非CG GBM与水稻172中的SDG711依赖性基因抑制正相关，但具有差异GBM的玉米基因并没有改变转录水平。相反，启动子区域的甲基化与基因表达呈负相关173，表明DNA甲基化在玉米叶片生长中具有重要作用。DNA甲基化在拟南芥某些叶表皮细胞的模式形成中起重要作用。ROS1功能障碍导致启动子超甲基化和编码表皮模式因子2（EPF2）的基因的抑制，EPF2是一种抑制气孔形成的肽配体，导致拟南芥中气孔谱系细胞的过度产生174。类似地，H3K9去甲基化酶IBM1的功能障碍导致H3K9me2和CHG DNA甲基化水平增加，并抑制编码EPF2受体的三个LRR受体样丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶ERECTA家族基因，导致与ROS1植物175中所见相似的气孔模式形成缺陷。 气孔模式形成的异常表观遗传调节可以通过ROS1植物中RdDM因子的突变或IBM1植物174，175中H3K9甲基转移酶SUVH4或CMT3的突变来挽救，从而代表了两种DNA甲基化介导的调节拟南芥中叶表皮细胞模式的机制（图5C）。果实成熟。在番茄果实发育过程中，约有1%的果皮DNA甲基化组发生了改变。活性DNA去甲基化发生在许多果实成熟基因上，其启动子区含有成熟抑制剂（RIN）的结合位点，RIN是主要的成熟转录因子3，176。在大多数已知的成熟基因中证实了RIN与靶启动子的结合，这些基因的表达与启动子DNA甲基化水平呈负相关。用DNA甲基化的化学抑制剂处理诱导了启动子的低甲基化和编码无色非成熟（CNR）的基因的表达，该基因是果实成熟的关键RIN靶基因，并且还诱导了番茄果实的早熟176。 番茄（Solanum lycopersicum）DNA去甲基化酶DME-like 2（DML2），其表达在成熟果实中显著增加，介导果实成熟过程中发生的进行性DNA去甲基化3，119（图5D）。S.番茄DML2不仅靶向成熟诱导基因，而且靶向成熟抑制基因，表明成熟诱导基因的激活和成熟抑制基因的抑制都需要活跃的DNA去甲基化3。DML2介导的去甲基化对数百个成熟抑制基因的抑制作用表明，启动子DNA甲基化激活基因转录是番茄果实基因调控的重要机制。在功能缺失的DML2番茄突变体中，果实不能成熟3。DNA甲基化变化可能与其他水果的生长和成熟有关。苹果果皮花色苷积累与苹果MYB10基因启动子区的DNA甲基化水平呈负相关。 在全基因组水平上，与叶片相比，发育中的苹果果实表现出CHH超甲基化，并且同基因果实之间的比较也表明较低的DNA甲基化水平与较小的果实大小之间存在联系179。表等位基因与植物发育。等基因植物可以通过表观等位基因来区分，表观等位基因是具有不同表观遗传修饰的等位基因，可以通过世代遗传。在番茄、水稻和棉花等多种作物中已分离出天然的表等位基因，并影响重要的性状180-182。在番茄CNR表突变体中，CNR基因被启动子中的DNA超甲基化转录抑制，导致无色、未成熟的果实180（图5D）。在具有RAV6表等位基因的水稻中，启动子DNA低甲基化导致与脱落酸不敏感3/胎生16相关的异位表达，其通过调节油菜素类固醇稳态改变叶角181。在驯化的异源四倍体棉花中，与其在野生棉花中的表等位基因相比，类常数2D是低甲基化的，因此促进了开花182。 在拟南芥183中，自发的表等位基因是罕见的。然而，在突变体met1和ddm1中，基因组范围内DNA甲基化的大量丢失在重新引入相应的野生型基因后只能部分恢复，从而揭示了可以被诱导并稳定遗传的表观等位基因184-186。等基因植物与不同表观基因组的遗传杂交产生了表观遗传重组自交系（EPIRIL），其后代表现出稳定的表观等位基因遗传和散布的非亲本甲基化多态性184，187。除了参与杂种不亲和性和副突变188，189外，表等位基因也可促进杂种优势，如拟南芥Epirils190，191所示。对环境刺激的响应：DNA甲基化在植物对各种生物和非生物环境刺激的响应中起作用。人们对物理环境是否会改变DNA甲基化有相当大的兴趣，部分原因是对植物对过去环境的可能记忆的迷恋。 对拟南芥（A.thaliana）种群表观基因组的研究不仅揭示了基于甲基化的数量表观遗传性状位点192，还揭示了DNA甲基化与局部适应之间的相关性，并通过观察到地理起源与全基因组DNA甲基化水平和由表观等位基因126，193引起的差异基因表达之间的联系而得到了强调。此外，越来越多的证据表明，在环境胁迫条件下，植物DNA甲基化可以在单个基因座或整个基因组上发生改变，尽管仍不清楚响应非生物胁迫的任何变化是否是适应性的（图6A）。生物胁迫植物响应于病原体的感染和共生微生物的定殖而表现出全基因组DNA甲基化变化。蒺藜苜蓿（Medicago truncatula）的结瘤需要脱甲基酶DME194。在根瘤发育过程中，数百个基因组区域被差异甲基化，包括根瘤特异性共生基因194，195的一小部分。 在受胞囊线虫196，197侵染的大豆和拟南芥根中观察到广泛的DNA低甲基化。在拟南芥叶片中，暴露于细菌性病原体丁香假单胞菌（Pseudomonas syringae PV。番茄串DC3000（PST DC3000）引起轻微但广泛的差异DNA甲基化；差异甲基化的胞嘧啶主要在基因富集区的CG和CHH中发现，特别是在蛋白质编码基因的5端和3端。此外，PST DC3000响应的DNA甲基化与基因组198中邻近基因的表达水平呈负相关，表明基因边界的DNA甲基化受到动态调控，可能有助于响应病原体的差异基因表达。类病毒（Viroids）是一类植物病原非编码RNA（ncRNA），在黄瓜叶片和花粉粒中诱导启动子区DNA去甲基化和一些核糖体RNA（rRNA）基因的转录激活，导致rRNA199，200衍生的小RNA大量积累。 水杨酸是一种对植物抗病性至关重要的植物激素，外源施用水杨酸导致拟南芥着丝粒周围区域的兆碱基水平的DNA低甲基化，这伴随着来源于低甲基化转座子198的21个核苷酸的siRNA水平的增加。在全球1000多份拟南芥材料中，编码核苷酸结合和寡聚化结构域样受体的基因是甲基化变异的主要位点126，这表明生物环境因素是塑造植物表观基因组的主要力量。DNA甲基化或去甲基化调节因子的突变可以改变植物对某些病原体的易感性201–206。细菌鞭毛蛋白衍生肽FLG22对拟南芥叶片的浸润触发了RdDM因子的基因抑制，这伴随着一些RdDM靶标的DNA去甲基化和转录激活，包括一些免疫应答基因203的启动子区。与野生型植物203相比，ros1突变体和RdDM突变体分别表现出PST DC3000在叶片中的增殖和维管繁殖增加和减少。 类似地，植物对生物营养病原体拟南芥霜霉病菌的抗性在DNA低甲基化突变体如NRPE1中增加，而在DNA高甲基化突变体如ROS1中降低（参考文献205）。除了增加对生物营养病原体的抗性外，pol V突变还降低了对真菌坏死营养病原体灰葡萄孢（Botrytis cinerea）和胡瓜黑星菌（Plectosphaerella cucumerina）的抗性。与Pol V突变体不同，NRPD1（Pol IV）突变体对PST DC3000或真菌病原体202的抗性没有改变，表明Pol V可以独立于经典RdDM调节植物免疫应答。然而，在具有AGO4突变等位基因AGO4-1和AGO4-2的植物中观察到对PST DC3000的敏感性增加，这表明与其他RdDM因子201，202相比，AGO4在植物抗病性中具有独特的功能。对DNA去甲基化酶三重突变体ROS1–DML2–DML3和野生型拟南芥的比较显示，突变体中的DNA超甲基化优先发生在基因体的侧翼区域，包括上游启动子区和3ʹ非翻译区。 超过200个基因在ROS1–DML2–DML3植物中被抑制，其中相当一部分在生物胁迫反应中具有已知或推定的功能，并且在其启动子中富含小转座子。与此一致，ROS1–DML2–DML3突变体表现出对真菌病原体尖孢镰刀菌204的易感性增加（图6B）。因此，很明显，植物动态调节DNA甲基化以调节防御基因的表达。非生物胁迫研究人员已经深入探索了DNA甲基化在植物响应一系列非生物环境胁迫条件中的潜在作用，包括高温、低温、干旱、高盐、高渗胁迫、紫外线辐射胁迫、土壤养分缺乏、激光照射、缺氧和复氧、农药和气候变化。该研究涉及多种植物，包括拟南芥、玉米、水稻、冬小麦、芜菁、甘蓝型油菜、大麦、毛果杨和栎树207–227。 与植物对生物胁迫反应的研究类似，许多早期的非生物胁迫研究表明，胁迫诱导的DNA甲基化和/或去甲基化模式要么在基因组范围内，要么在特定的位点上。在某些情况下，DNA甲基化的这些变化可能与参与植物胁迫反应的基因的转录调控210–212，228有关，这表明DNA甲基化在介导植物对非生物环境刺激的反应中很重要。最近的研究强调了持续胁迫对于在植物中建立DNA甲基化依赖性胁迫记忆的潜在重要性209，219，224。水稻植株中的无机磷（Pi）饥饿产生了超过100个差异甲基化区域（DMR），这些区域大多是CHH高度甲基化的，并且几乎只与被称为Pi饥饿诱导（PSI）基因207的胁迫应答基因附近的转座子重叠。时程分析显示，PSI基因转录发生在局部DNA甲基化改变之前，表明这些DMR可能是PSI基因激活的结果，可能不影响应激反应。 与这种可能性相一致的是，在植物被补充了无机磷酸盐（这是一种关闭PSI基因表达的作用）后，大多数PSI DMR的DNA甲基化水平逐渐恢复到足够的无机磷酸盐水平。没有观察到PSI DMR的减数分裂传递，因此证明了PSI DMR在水稻中的瞬时性质。类似地，小麦春化-A1基因中的非CG超甲基化可由冷处理诱导，并通过有丝分裂而不是减数分裂传递。在番茄果实中，冷处理下调DNA去甲基化酶DML2的表达，从而导致启动子超甲基化和负责风味挥发物生物合成的基因沉默228。这就解释了为什么番茄果实在冷藏过程中会失去风味。在高盐胁迫的拟南芥中，诱导的DNA甲基化变化可以部分传递给下一代，这优先通过雌性胚系209，219发生；然而，如果后代没有受到持续的压力，遗传的表观遗传状态会逐渐重置219。 在SDC基因中也观察到这样的事实，即植物中胁迫诱导的表观遗传记忆的持续需要持续的胁迫，该基因编码DRM1、DRM2、CMT3的抑制子，并通过营养组织中的启动子DNA甲基化而沉默224。在SDC的热诱导活化之后，需要重复的热处理以防止SDC再沉默。此外，在暴露于紫外线和温度胁迫的拟南芥中，以组蛋白H3占位减少和H3K9或H3K14乙酰化增加为特征的表观遗传胁迫记忆，而不是DNA甲基化的变化，可以传递给非胁迫后代，但仅持续几代226，这与植物中的表观遗传记忆不持久的推论一致。已知A.DDM1和Morpheus分子1（MOM1）在植物从热胁迫恢复过程中介导胁迫诱导的表观遗传记忆的消除。与DDM1不同，DDM1的突变通过DNA甲基化的大量丢失减轻转录沉默，而MOM1通过一种不明确的机制介导转录沉默而不影响DNA甲基化229–231。 在ddm1–mom1双突变体中，热应激诱导的表观遗传沉默的释放被传递给后代，而在ddm1和mom1单突变体中，应激诱导的沉默的释放不能被遗传，这表明ddm1和mom1在阻止应激诱导去沉默232的跨代表观遗传中起着冗余作用。另一方面，DDM1和MOM1可能不会阻止应激诱导的沉默，因为它们是表观遗传沉默的正调节因子。DDM1突变导致在MOM1存在的情况下可遗传的异位DNA超甲基化（参考文献233）。因此，以沉默的形式消除应激诱导的表观遗传记忆可能需要独立于DDM1和MOM1的机制。或者，应激诱导的表观遗传模式的丧失可能是由于缺乏持续的应激刺激而导致的被动过程（图6C）。未来展望最近关于植物DNA甲基化调控和功能的研究已经导致了许多重要的发现，如触发从头DNA甲基化的初始ncRNA的身份，指导DNA去甲基化酶靶向的IDM蛋白复合物，控制DNA甲基化和去甲基化之间平衡的MEMS Methylstat元件，识别内含子异染色质并促进mRNA远端多聚腺苷酸化的ASI1–AIPP1–EDM2蛋白复合物，遗传杂种中的DNA甲基化组相互作用以及来自A.的1001个基因组集合的表观基因组和转录组。 塔利亚娜。这些和其他发现不仅扩展了我们对植物中DNA甲基化动力学的知识，而且还可能阐明DNA甲基化模式是如何在非植物生物体（包括哺乳动物）中产生的。最近的发现也产生了许多新的问题。例如，在不依赖于DCL的RdDM中，短P4 RNA是否加载到AGO上以指导DNA甲基化？在拟南芥杂种中，许多跨染色体DNA甲基化位点的两个等位基因之间的DNA甲基化的相互增强表明RdDM涉及等位基因相互作用234（补充框1）。这些等位基因相互作用不能用现有的RdDM模型来解释，这意味着可能需要对这些模型进行彻底的改变。SHH1仅将Pol IV募集到规范RdDM靶位点的子集；类似地，IDM复合体仅将ROS1募集到ROS1依赖性去甲基化靶位点的子集。因此，RdDM途径和ROS1介导的去甲基化的初始募集的替代机制仍有待确定。 A.拟南芥已经用作并继续用作研究DNA甲基化和去甲基化的基本机制的极好的模型系统，部分是因为DNA甲基化的作用在该植物中是有限的，因此DNA甲基化和去甲基化突变体通常不是致死的。令人兴奋的是，在基因组比拟南芥更复杂的植物中，DNA甲基化似乎调节许多更重要的生长和发育基因以及胁迫反应基因。未来的研究无疑将揭示DNA甲基化在这些植物中的新作用，靶向DNA甲基化酶和去甲基化酶的新机制，以及DNA甲基化表观等位基因产生、维持、转换和消除的机制。2018年5月21日在线发布